B2B #5 采用第二種方式進行高倍率放大。用 3g/L 的微載體密度培養 Vero 細胞至細胞密度 3.07x106/毫升,培養體積為 3 升。用胰酶把 Vero 細胞從微載體上消化下來。取十分之一的細胞/微載體懸浮液接種到新的 1.5 升的培養體積中，微載體濃度為 6g/L。待細胞密度達到 5x106/毫升以上時，補充新鮮培養基至培養體積 3升。這樣培養體積及微載體表面積的放大倍數均是十倍，最終微載體濃度為3g/L。而在培養初期，細胞密度和微載體密度均得到提高，從而提高了微載體和細胞的接觸機率，理論上有利于細胞貼附到微載體上并能更好地生長。作為平行比較試驗，取十分之一的細胞/微載體懸浮液接種到另一個細胞培養袋中，培養體積 3升，微載體濃度 3g/L。兩個培養同時進行，觀察細胞生長的情況。
圖 7.球轉球實驗 B2B #5前后細胞生長曲線
圖 7 顯示的是上述球轉球實驗 B2B #5 前后的細胞生長曲線。由于其中一個在培養過程中有培養體積的變化，這里的縱坐標采用細胞總數。球轉球前后細胞生長速度基本一致。球轉球以后細胞仍然保持旺盛的生長活力。同樣有意思的是，球轉球后采用較小的培養體積培養，從而使單位體積內細胞密度和微載體密度提高，細胞和微載體接觸機率提高，這樣的方法并沒有顯著地提高細胞的生長速率。這表明細胞在稍低的接種密度下也能很好的生長起來，并不需要用降低起始培養體積的方法來提高接種密度。
圖8.球轉球實驗B2B #5前后 Vero細胞在微載體上的生長情況
圖 8 顯示的是上述球轉球實驗 B2B #5 前后 Vero 細胞在微載體上的生長情況。因球轉球之后培養中細胞起始密度較低，培養時間延長了兩天。也因此，除了相應于種子培養的在第一、三、六天的細胞形態外，我們這里也列出了球轉球后培養了九天后細胞在微載體上的形態照片。球轉球后細胞貼附和生長情況良好。我們也看到分別用 1.5 L 和 3 L 的起始密度培養細胞最初的貼附情況，貼附數量，以及后面的細胞生長情況基本沒有差異。這也提示了提高單位體積內細胞密度和微載體密度，從而提高細胞和微載體接觸機率的方法并沒有帶來太大的好處。
討論
在這一部分的工作中，我們做了 Vero 細胞從微載體上的球轉球實驗，細胞培養在 WAVETM 反應器內進行，球轉球實驗在瓶子內或 WAVETM 培養袋內進行。實驗結果顯示球轉球實驗相當成功，Vero 細胞的微載體培養在 WAVETM 反應器內放大是可行的。
我們分別嘗試了在瓶子中（B2B #1）和在 WAVETM 培養袋中（B2B #2 和 B2B #3)進行球轉球實驗。在實驗室小規模情況下，在瓶子中進行球轉球實驗相比在細胞培養袋中進行有一定的優勢。前者操作起來比較容易。在一個透明的瓶子中，沉降后的微載體更容易被清晰地看到，所以能更多地去除上清。這樣微載體能得到更有效的清洗。另外瓶子也可以用水浴來保持恒溫，如果不太大的話可以較劇烈地搖動。這樣細胞能更有效地脫離微載體。然而，如果考慮到大規模的培養，球轉球實驗需要在 WAVETM 培養袋內進行，因為這樣就有一個全封閉的系統來更好地操作較大的體積。從WAVETM 培養袋中進行球轉球實驗（B2B #2和B2B #3) 得到的結果來看，這種方法效果也很不錯，只是需要較多的 PBS來洗滌，胰酶的用量也稍多。
胰酶消化較長時間能夠更好地使細胞和微載體完全分離。但消化太長時間也會降低細胞活力并影響細胞重新貼壁的效果。因此胰酶消化的時間最好能控制在40 分鐘之內。消化過程中，除消化時間外，酶用量、反應溫度、微載體和酶之間充分的混合是保證不同微載體上細胞同步消化的重要因素，從而有效避免酶的局部過量和潛在的細胞損傷。