第一節 實驗動物的抓取和固定
在進行實驗時，為了不損傷動物的健康，不影響觀察指標，并防止被動物咬傷，首先要限制動物的活動，使動物處于安靜狀態，工作人員必須掌握合理的抓取固定方法。抓取動物前，必須對各種動物的一般習性有所了解。操作時要小心仔細、大膽敏捷、熟練準確、不能粗暴，不能恐嚇動物，同時，要愛惜動物，使動物少受痛苦。
一、小鼠
小鼠性情較溫順，一般不會咬人，比較容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴將其放在鼠籠蓋或其它粗糙表面上，在小鼠向前掙扎爬行時，用左手拇指和食指捏住其雙耳及頸部皮膚，將小鼠置于左手掌心、無名指和小指夾其背部皮膚和尾部，即可將小鼠完全固定。在一些特殊的實驗中，如進行尾靜脈注射時，可使用特殊的固定裝置進行固定,如尾靜脈注射架或粗的玻璃試管。如要進行手術或心臟采血應先行麻醉再操作,如進行解剖實驗則必須先行無痛處死后再進行。
二、大鼠
大鼠的門齒很長，在抓取方法不當而受到驚嚇或激怒時易將操作者手指咬傷,所以,不要突然襲擊式地去抓它，取用時應輕輕抓住其尾巴后提起，置于實驗臺上，用玻璃鐘罩扣住或置于大鼠固定盒內，這樣即可進行尾靜脈取血或注射。如要作腹腔注射或灌胃等操作時，實驗者應戴上棉紗手套(有經驗者也可不戴)，右手輕輕抓住大鼠的尾巴向后拉，但要避免抓其尖端，以防尾巴尖端皮膚脫落，左手抓緊鼠兩耳和頭頸部的皮膚，并將大鼠固定在左手中，右手即可進行操作。
三、家兔
家兔比較馴服，不會咬人，但腳爪較尖，應避免家兔在掙扎時抓傷皮膚。常用的抓取方法是先輕輕打開籠門，勿使其受驚，隨后手伸入籠內，從頭前阻攔它跑動。然后一只手抓住兔的頸部皮毛，將兔提起，用另一只手托其臀，或用手抓住背部皮膚提起來，放在實驗臺上，即可進行采血、注射等操作。
因家兔耳大，故人們常誤認為抓其耳可以提起，或有人用手挾住其腰背部提起均為不正確的操作。
在實驗工作中常用兔耳作采血、靜脈注射等用，所以家兔的兩耳應盡量保持不受損傷。家兔的固定方法有盒式固定和臺式固定。盒式固定適用于采血和耳部血管注射，臺式固定適用于測量血壓、呼吸和進行手術操作等。
四、豚鼠
豚鼠膽小易驚，抓取時必須穩、準、迅速。先用手掌扣住鼠背，抓住其肩胛上方，將手張開，用手指環握頸部，另一只手托住其臀部，即可輕輕提起、固定。
五、蟾蜍
抓取蟾蜍時，可先在蟾蜍體部包一層濕布，用左手將其背部貼緊手掌固定，把后肢拉直，并用左手的中指、無名指及小指夾住，前肢可用拇指及食指壓住，右手即可進行實驗操作。抓取蟾蜍時不要擠壓兩側耳部突起的毒腺，以免蟾蜍將毒液射到使用者眼睛里。需要長時間固定時，可將蟾蜍麻醉或毀腦脊髓后，用大頭針釘在蛙板上。
六、狗
用狗做實驗時，為防止其咬傷操作人員，一般先將狗嘴綁住。對實驗用狗，如畢格狗或馴服的狗，綁嘴時操作人員可從其側面靠近并輕輕撫摸頸部皮毛，然后迅速用布帶綁住狗嘴；對家養的笨狗或未經馴服的狗，先用長柄捕狗狗夾夾住狗的頸部，將狗按倒在地，再綁嘴。如果實驗需要麻醉，可先使動物麻醉后再移去狗夾。當狗麻醉后，要松開綁嘴布帶，以免影響呼吸。
第二節 實驗動物的編號和分組
一、編號
實驗動物常需要標記以示區別。編號的方法很多，根據動物的種類數量和觀察時間長短等因素來選擇合適的標記方法。
(一)掛牌法：將號碼烙壓在圓形或方形金屬牌上(最好用鋁或不銹鋼的,它可長期使用不生銹),或將號碼按實驗分組編號烙在栓動物頸部的皮帶上，將此頸圈固定在動物頸部。該法適用于狗等大型動物。
(二)打號法：用刺數鉗(又稱耳號鉗)將號碼打在動物耳朵上。打號前用蘸有酒精的棉球擦凈耳朵，用耳號鉗刺上號碼，然后在烙印部位用棉球蘸上溶在食醋里的黑墨水擦抹。該法適用于耳朵比較大的兔、狗等動物。
(三)針刺法：用七號或八號針頭蘸取少量碳素墨水，在耳部、前后肢以及尾部等處刺入皮下，在受刺部位留有一黑色標記。該法適用于大小鼠、豚鼠等。在實驗動物數量少的情況下，也可用于兔、狗等動物。
(四)化學藥品涂染動物被毛法：經常應用的涂染化學藥品有
涂染紅色：0.5％中性紅或品紅溶液。
涂染黃色：3-5％苦味酸溶液。
涂染黑色：煤焦油的酒精溶液。
根據實驗分組編號的需要，可用一種化學藥品涂染實驗動物動物背部被毛就可以。如果實驗動物數量較多，則可以選擇兩種染料。該方法對于實驗周期短的實驗動物較合適，時間長了染料易退掉；對于哺乳期的子畜也不適合，因母畜容易咬死子畜或把染料舔掉。
(五)剪毛法：該法適用于大、中型動物，如狗、兔等。方法是用剪毛刀在動物一側或背部剪出號碼，此法編號清楚可靠，但只適于短期觀察。
(六)打孔或剪缺口法：可用打孔機在兔耳一定位置打一小孔來表示一定的號碼。如用剪子剪缺口,應在剪后用滑石粉捻一下,以免愈合后看不出來。該法可以編至1～ 9999號，此種方法常在飼養大量動物時作為終身號采用。
二、分組
(一)分組的原則：進行動物實驗時，經常需要將選擇好的實驗動物按研究的需要分成若干組。動物分組應按隨機分配的原則，使每只動物都有同等機會被分配到各個實驗組與對照組中去，以避免各組之間的差別,影響實驗結果，特別是進行準確的統計檢驗,必須在隨機分組的基礎上進行。
每組動物數量應按實驗周期長短、實驗類型及統計學要求而定。如果是慢性實驗或需要定期處死動物進行檢驗的實驗，就要求選較多的動物，以補足動物自然死亡和認為處死所喪失的數量，確保實驗結束時有合乎統計學要求的動物數量存在。
(二)建立對照組：分組時應建立對照組。1.自身對照組：是指實驗數據而言。實驗動物本身在實驗處理前、后兩個階段的各項相關數據就分別是對照組和實驗組的實驗結果，此法可排除生物間的個體差異。2.平行對照組：有正對照組和負對照組兩種。給實驗組動物某種處理，而給正對照組用同樣方法進行處理，但并不采用實驗所要求的藥物或手段，負對照組則不給任何處理。3.具體分組時，應避免人為因素, 隨機把所有的動物進行編號，然后令其雙數為Ａ組(實驗組),單數為B組(對照組)即可或反之。如果要分若干個組時，應該用隨機數字表示進行完全隨機分組。
第三節 實驗動物的麻醉方法
麻醉(anesthesia)的基本任務是消除實驗過程中所至的疼痛和不適感覺，保障實驗動物的安全，使動物在實驗中服從操作，確保實驗順利進行。
一、常用的麻醉藥
(一)常用局部麻醉劑：普魯卡因，此藥毒性小，見效快，常用于局部浸潤麻醉，用時配成0.5％～1％；利多卡因，此藥見效快，組織穿透性好，常用1％～2％溶液作為大動物神經干阻滯麻醉，也可用0.25％～0.5％溶液作局部浸潤麻醉。
(二)常用全身麻醉劑：
1. 乙醚 乙醚吸入法是最常用的麻醉方法,各種動物都可應用。其麻醉量和致死量相差大,所以其安全度大。但由于乙醚局部刺激作用大,可刺激上呼吸道粘液分泌增加；通過神經反射還可擾亂呼吸、血壓和心臟的活動，并且容易引起窒息，在麻醉過程中要注意。但總起來說乙醚麻醉的優點多，如麻醉深度易于掌握，比較安全，而且麻醉后恢復比較快。其缺點是需要專人負責管理麻醉，在麻醉初期出現強烈的興奮現象，對呼吸道又有較強的刺激作用，因此，需在麻醉前給予一定量的嗎啡和阿托品(基礎麻醉)，通常在麻醉前20－30分鐘，皮下注射鹽酸或硫酸嗎啡(每公斤體重5～10mg)及阿托品(每公斤體重0.1mg)。
鹽酸嗎啡可降低中樞神經系統興奮性，提高痛閾，還可節省乙醚用量及避免乙醚麻醉過程中的興奮期。阿托品可對抗乙醚刺激呼吸道分泌粘液的作用，可避免麻醉過程中發生呼吸道堵塞，或手術后發生吸入性肺炎。
進行手術或使用過程中，需要繼續給予吸入乙醚，以維持麻醉狀態。慢性實驗預備手術的過程中，仍用麻醉口罩給藥，而在一般急性使用,麻醉后可以先進行氣管切開術,通過氣管套管連接麻醉瓶繼續給藥。在繼續給藥過程中，要時常檢查角膜反射和觀察瞳孔大小(如發現角膜反射消失，瞳孔突然放大，應立即停止麻醉。萬一呼吸停止，必須立即施行人工呼吸。待恢復自動呼吸后再進行操作。
2. 苯巴比妥鈉 此藥作用持久,應用方便，在普通麻醉用量情況下對于動物呼吸、血壓和其它功能無多大影響。通常在實驗前半至一小時用藥。使用劑量及方法為：狗腹腔注射80～100mg/kg體重，靜脈注射70～120mg/kg體重( 一般每公斤體重給70～80mg即可麻醉，但有的動物要100～120mg才能麻醉,具體用量可根據各個動物的敏感性而定)。兔腹腔注射150～200mg/kg體重。
3. 戊巴比妥鈉 此藥麻醉時間不很長,一次給藥的有效時間可延續3-5小時,所以十分適合一般使用要求。給藥后對動物循環和呼吸系統無顯著抑制作用，藥品價格也很便宜。用時配成1～３％生理鹽水溶液，必要時可加溫溶解， 配好的藥液在常溫下放置1～2月不失藥效。靜脈或腹腔注射后很快就進入麻醉期，使用劑量及方法為：狗、貓、兔靜脈注射30～35mg/kg體重,腹腔注射40～45mg/kg體重。
4. 硫噴妥鈉 為黃色粉末，有硫臭，易吸水。其水溶液不穩定，故必須現用現配,常用濃度為1～5％。此藥作靜脈注射時，由于藥液迅速進入腦組織，故誘導快，動物很快被麻醉。但蘇醒也很快，一次給藥的麻醉時效僅維持半至一小時。在時間較長的實驗過程中，可重復注射，以維持一定的麻醉深度。此藥對胃腸道無副作用，但對呼吸有一定抑制作用，由于其抑制交感神經較副交感神經為強,常有喉頭痙攣,因此注射時速度必須緩慢。實驗劑量和方法：狗靜脈注射20～25mg/kg體重；兔靜脈注射7～10mg/kg體重。靜脈注射速度以15秒鐘注射2ml左右進行。小鼠1％溶液腹腔注射0.1～0.3ml/只；大鼠0.6～0.8ml/只。
5. 巴比妥鈉 使用劑量及方法：狗靜脈注射225mg/kg體重；兔腹腔注射200mg/kg體重；鼠皮下注射200mg/kg體重。
6. 氨基甲酸乙酯 此藥是比較溫和的麻醉藥，安全度大。多數實驗動物都可使用,更適合于小動物。一般用作基礎麻醉，如使用全部過程都用此麻醉時，動物保溫尤為重要。使用時常配成20～25％水溶液，狗、兔靜脈、腹腔注射0.75～1g/kg體重。但在作靜脈注射時必須溶在生理鹽水中，配成5％或10％溶液， 及每公斤體重注射10～20ml。鼠1.5～2g/kg體重，由腹腔注射。
以上麻醉藥種類雖較多，但各種動物使用的種類多有所側重。如做慢性實驗的動物常用乙醚吸入麻醉(用嗎啡和阿托品作基礎麻醉)；急性動物實驗對狗、貓和大鼠常用戊巴比妥鈉麻醉；對家兔和青蛙、蟾蜍常用氨基甲酸乙酯；對大鼠和小鼠常用硫噴妥鈉或氨基甲酸乙酯麻醉。
二、麻醉方法
(一)全身麻醉：麻醉藥經呼吸道吸入或靜脈、肌肉注射,產生中樞神經系統抑制,呈現神志消失，全身不感疼痛，肌肉松弛和反射抑制等現象，這種方法稱全身麻醉。其特點為抑制深淺與藥物在血液內的濃度有關,當麻醉藥從體內排出或在體內代謝破壞后,動物逐漸清醒，不留后遺癥。
1. 吸入麻醉法 麻醉藥以蒸氣或氣體狀態經呼吸道吸入而產生麻醉者，稱吸入麻醉，常用乙醚作麻醉藥。吸入法對多數動物有良好的麻醉效果，其優點是易于調節麻醉的深度和較快的終止麻醉，缺點是中、小型動物較適用，對大型動物如狗的吸入麻醉操作復雜，通常不用。
具體方法是：使用乙醚麻醉兔及大小鼠時，可將動物放入玻璃麻醉箱內，把裝有浸潤乙醚棉球的小燒杯放入麻醉箱，然后觀察動物。開始動物自主活動，不久動物出現異常興奮，不停地掙扎，隨后排出大小便。漸漸地動物由興奮轉為抑制，倒下不動，呼吸變慢。如動物四肢緊張度明顯減低，角膜反射遲鈍，皮膚痛覺消失，則表示動物已進入麻醉，可行手術和操作。在實驗過程中應隨時觀察動物的變化，必要時把乙醚燒杯放在動物鼻部，以維持麻醉的時間與深度。
2. 注射麻醉法 常用的麻醉藥有戊巴比妥鈉、硫噴妥鈉、氨基甲酸乙酯等。
大、小鼠和豚鼠常采用腹腔注射法進行全身麻醉。狗、兔等動物既可腹腔注射給藥,也可靜脈注射給藥。在麻醉興奮期出現時，動物掙扎不安，為防止注射針滑脫，常用吸入麻醉法進行誘導，待動物安靜后再行腹腔或靜脈穿刺給藥麻醉。
在注射麻醉藥物時，先用麻醉藥總量的三分之二，密切觀察動物生命體征的變化，如已達到所需麻醉的程度，余下的麻醉藥則不用，避免麻醉過深抑制延腦呼吸中樞導致動物死亡。
(二)動物局部麻醉方法：用局部麻醉藥阻滯周圍神經末梢或神經干、神經節、神經叢的沖動傳導，產生局部性的麻醉區，稱為局部麻醉。其特點是動物保持清醒，對重要器官功能干擾輕微，麻醉并發癥少，是一種比較安全的麻醉方法。適用于大中型動物各種短時間內的實驗。
局部麻醉操作方法很多，可分為表面麻醉、局部浸潤麻醉、區域阻滯麻醉以及神經干(叢)阻滯麻醉。
1. 表面麻醉 利用局部麻醉藥的組織穿透作用，透過粘膜,阻滯表面的神經末梢，稱表面麻醉。在口腔及鼻腔粘膜、眼結膜、尿道等部位手術時,常把麻醉藥涂敷、滴入、噴于表面上，或尿道灌注給藥，使之麻醉。
2. 區域阻滯麻醉：在手術區四周和底部注射麻醉藥阻斷疼痛的向心傳導,稱區域阻斷麻醉。常用藥為普魯卡因。
3. 神經干(叢)阻滯麻醉：在神經干(叢)的周圍注射麻醉藥，阻滯其傳導,使其所支配的區域無疼痛，稱神經干(叢)阻滯麻醉。常用藥為利多卡因。
4. 局部浸潤麻醉：沿手術切口逐層注射麻醉藥，靠藥液的張力彌散，浸入組織,麻醉感覺神經末梢，稱局部浸潤麻醉。常用藥為普魯卡因。在施行局部浸潤麻醉時，先固定好動物，用0.5～1％鹽酸普魯卡因皮內注射，使局部皮膚表面呈現一桔皮樣隆起，稱皮丘，然后從皮丘進針，向皮下分層注射，在擴大浸潤范圍時，針尖應從已浸潤過的部位刺入，直至要求麻醉區域的皮膚都浸潤為止。每次注射時，必須先抽注射器，以免將麻醉藥注入血管內引起中毒反應。
三、使用全身麻醉劑的注意事項
給動物施行麻醉術時,一定要注意方法的可靠性,根據不同的動物選擇合適的方法，特別是較貴重的大型動物。
1. 麻醉劑的用量，除參照一般標準外，還應考慮個體對藥物的耐受性不同,而且體重與所需劑量的關系也并不是絕對成正比的。一般說，衰弱和過胖的動物，其單位體重所需劑量較小，在使用麻醉劑過程中，隨時檢查動物的反應情況,尤其是采用靜脈注射,絕不可將按體重計算出的用量匆忙進行注射。
2. 動物在麻醉期體溫容易下降，要采取保溫措施。
3. 靜脈注射必須緩慢，同時觀察肌肉緊張、角膜反射和對皮膚夾捏的反應,當這些活動明顯減弱或消失時，應立即停止注射。配制的藥液濃度要適中不可過高，以免麻醉過急；但也不能過低，以減少注入溶液的體積。
4. 作慢性實驗時，在寒冷冬季，麻醉劑在注射前應加熱至動物體溫水平。
四、實驗動物用藥量的確定及計算方法
(一)動物給藥量的確定
觀察一種藥物對實驗動物的作用時，一個重要的問題就是給動物用多大的劑量較合適。劑量太小，作用不明顯，劑量太大，又可能引起動物中毒致死。可以按下述方法確定劑量：
1. 先用少量小鼠粗略地探索中毒劑量或致死劑量,然后用小于中毒量的劑量，或取致死量的若干分之一作為應用劑量，一般可取1/10～1/5。
2. 植物藥粗制劑的劑量多按生藥折算。
3. 化學藥品可參考化學結構相似的已知藥物， 特別是化學結構和作用都相似的劑量。
4. 確定劑量后，如第一次用藥的作用不明顯，動物也沒有中毒的表現,可以加大劑量再次實驗。如出現中毒現象，作用也明顯，則應降低劑量再次實驗。在一般情況下，在適宜的劑量范圍內，藥物的作用常隨劑量的加大而增強。所以有條件時，最好同時用幾個劑量作實驗，以便迅速獲得關于藥物作用的較完整的資料。如實驗結果出現劑量與作用強度之間毫無規律時，則更應慎重分析。
5. 用大動物進行實驗時，防止動物中毒死亡,開始的劑量可采用鼠類的1/15～1/2,以后可根據動物的反應調整劑量。
6. 確定動物給藥劑量時，要考慮給藥動物的年齡大小和體質強弱。 一般說確定的給藥劑量是指成年動物的，如是幼齡動物，劑量應減小。如以狗為例：6 個月以上的狗給藥劑量為1份時，3～6個月的給1/2份， 45～89日的給1/4份，20～44日的給1/8 份，10～19日的給1/16份。
7. 確定動物給藥劑量時，要考慮因給藥途徑不同，所用劑量也不同。 以口服量為100時，皮下注射量為30～50，肌肉注射量為20～30，靜脈注射量為25。
(二)人與動物的用藥量換算方法
人與動物對同一藥物耐受性不同，一般動物的耐受性要比人大，單位體重的用藥量動物比人要高。必須將人的用藥量換算成動物的用藥量。一般可按下列比例換算：
人用藥量： 1
小鼠、大鼠： 50～100
兔、豚鼠： 15～20
狗、貓： 5～10
以上系按單位體重口服用藥量換算。如給藥途徑為靜脈、皮下、腹腔注射，換算比例應適當減小些。
第四節 實驗動物的除毛、給藥方法
一、實驗動物的除毛
在動物實驗中，被毛有時會影響實驗操作與觀察，因此必須除去。除去被毛的方法有剪毛、拔毛、剃毛和脫毛等。
(一)剪毛法：剪毛法是將動物固定后，先用蘸有水的紗布把被毛浸濕，再用剪毛剪刀緊貼皮膚剪去被毛。不可用手提起被毛，以免剪破皮膚。剪下的毛應集中放在一容器內，防止到處飛揚。給狗、羊等動物采血或新生乳牛放血制備血清常用此法。
(二)拔毛法：拔毛法是用拇指和食指拔去被毛的方法。在兔耳緣靜脈注射或尾靜脈注射時常用此法。
(三)剃毛法：剃毛法是用剃毛刀剃去動物被毛的方法。如動物被毛較長，先要用剪刀將其剪短，再用刷子蘸溫肥皂水將剃毛部位浸透，然后再用剃毛刀除毛。本法適用于暴露外科手術區。
(四)脫毛法：脫毛法是用化學藥品脫去動物被毛的方法。首先將被毛剪短，然后用棉球蘸取脫毛劑，在所需部位涂一薄層，2～3分鐘后用溫水洗去脫落的被毛，用紗布擦干，再涂一層油脂即可。
適用于狗等大動物的脫毛劑配方為：硫化鈉10g，生石灰15g，溶于100ml水中。
適用于兔、鼠等動物的脫毛劑的配方為：1. 硫化鈉3g,肥皂粉1g,淀粉7g,加適量水調成糊狀；2. 硫化鈉8g,淀粉7g，糖4g，甘油5g，硼砂1g,加水75ml；3. 硫化鈉8g溶于100ml水中。
二、實驗動物的給藥
在動物實驗中，為了觀察藥物對機體功能、代謝及形態引起的變化，常需要將藥物注入動物體內。給藥的途徑和方法多種多樣，可根據實驗目的、實驗動物種類和藥物劑型、劑量等情況確定。
(一)注射給藥法
1. 皮下注射 注射時用左手拇指及食指輕輕捏起皮膚，右手持注射器將針頭刺入,固定后即可進行注射。一般小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或側下腹部；豚鼠在后大腿內側、背部等脂肪少的部位；兔在背部或耳根部注射；蛙可在脊背部淋巴囊注射；狗多在大腿外側注射，拔針時，輕按針孔片刻，防藥液逸出。
2. 皮內注射 此法用于觀察皮膚血管的通透性變化或觀察皮內反應。 如將一定量的放射性同位素溶液、顏料或致炎物質、藥物等注入皮內，觀察其消失速度和局部血液循環變化，作為皮膚血管通透性觀察指標之一。方法是：將動物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮試針頭緊貼皮膚皮層刺入皮內，然后使針頭向上挑起并再稍刺入，即可注射藥液。注射后可見皮膚表面鼓起一白色小皮丘。
3. 肌肉注射 當給動物注射不溶于水而混懸于油或其他溶劑中的藥物時,常采用肌肉注射。肌肉注射一般選用肌肉發達、無大血管經過的部位，多選臀部。
注射時針頭要垂直快速刺入肌肉，如無回血現象即可注射。給大、小鼠作肌肉注射時，選大腿外側肌肉進行注射。
4. 腹腔注射 先將動物固定,腹部用酒精棉球擦試消毒，然后在左或右側腹部將針頭刺入皮下，沿皮下向前推進約0.5厘米，再使針頭與皮膚呈45 度角方向穿過腹肌刺入腹腔，此時有落空感，回抽無腸液、尿液后，緩緩推入藥液。此法大小鼠用的較多。
5. 靜脈注射 是將藥液直接注射于靜脈管內，使其隨著血液分布全身,迅速奏效。但排泄較快，作用時間較短。
小鼠、大鼠的靜脈注射：常采用尾靜脈注射。鼠尾靜脈共有3根， 左右兩側和背側各1根，兩側尾靜脈比較容易固定，故常被采用。操作時，先將動物固定在暴露尾部的固定器內(可用燒杯、鐵絲罩或粗試管等物代替),用75％酒精棉球反復擦試使血管擴張, 并可使表皮角質軟化，以左手拇指和食指捏住鼠尾兩側，使靜脈充盈,注射時針頭盡量采取與尾部平行的角度進針。開始注射時宜少量緩注，如無阻力,表示針頭已進入靜脈,這時用左手指將針和尾一起固定起來，解除對尾根部的壓迫后，便可進行注射。如有白色皮丘出現，說明未穿刺入血管，應重新向尾部方向移動針頭再次穿刺。注射完畢后把尾部向注射側彎曲以止血。如需反復注射，盡量從尾的末端開始。 一次的注射量為每10g體重0.1-0.2ml。
豚鼠的靜脈注射：一般采用前肢皮下頭靜脈。鼠的靜脈管壁較脆，注射時應特別注意。
兔的靜脈注射：一般采用外耳緣靜脈，因其表淺易固定。注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指輕彈兔耳，使靜脈充盈，左手食指和中指夾住靜脈的近心端，拇指繃緊靜脈的遠心端，無名指及小指墊在下面，右手持注射器，盡量從靜脈的遠端刺入血管，移動拇指于針頭上以固定，放開食、中指，將藥液注入，然后拔出針頭，用手壓迫針眼片刻以止血。
狗的靜脈注射：狗的靜脈注射多采用前肢外側靜脈或后肢外側的小隱靜脈。注射部位除毛后，在靜脈血管的近心端用橡皮帶扎緊，使血管充盈，從靜脈的遠心端將注射針頭平行血管刺入，回抽注射器針栓，如有回血，即可放開像皮帶，將藥液緩緩注入。
6. 淋巴囊注射 蛙類常采用此法,其皮下有數個淋巴囊，注入藥物甚易吸收。腹部淋巴囊和頭部淋巴囊常作為蛙類給藥途徑。一般多選用腹部淋巴囊給藥。注射時將針頭從蛙大腿上端刺入，經大腿肌層入腹壁肌層，再進入腹壁皮下，即進入淋巴囊，然后注入藥液。
(二)經口給藥法
1. 口服法：把藥物放入飼料或溶于飲水中讓動物自動攝取。此法優點在于簡單方便，缺點是不能保證劑量準確。一般適用于對動物疾病的防治或某些藥物的毒性實驗，制造某些與食物有關的人類疾病動物模型。
2. 灌胃法：在急性實驗中,多采用灌胃法。此法劑量準確。灌胃法是用灌胃器將所應投給動物的藥灌到動物胃內。灌胃器由注射器和特殊的灌胃針構成。小鼠的灌胃針長約4～5cm，直徑為1mm，大鼠的灌胃針長約6～8cm，直徑約1.2mm。灌胃針的尖端焊有一小圓金屬球，金屬球為中空的。焊金屬球的目的是防止針頭刺入氣管或損傷消化道。針頭金屬球端彎曲成20°左右的角度，以適應口腔、食道的生理彎曲度走向。
鼠類的灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，將灌胃針從鼠的口腔插入，壓迫鼠的頭部，使口腔與食道成一直線,將灌胃針沿咽后壁慢慢插入食道，可感到輕微的阻力,此時可略改變一下灌胃針方向，以刺激引起吞咽動作，順勢將藥液注入。一般灌胃針插入小鼠深度為3～4cm，大鼠或豚鼠為4～6cm。常用灌胃量小鼠為0.2～1ml,大鼠1～4ml,豚鼠1～5ml。
狗、兔的灌胃法：先將動物固定，再將開口器的小孔插入動物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，將灌胃管的外端浸入水中，如有氣泡逸出，則說明灌胃管誤入氣管，需拔出重插。插好后，將注射器連于灌胃管將藥液推入。灌胃結束后，先拔出灌胃管，再拿出開口器。一次灌胃能耐受的最大容積兔為80～100ml，狗為 200 ～250ml。
(三)其它途徑給藥方法
1. 呼吸道給藥：呈粉塵、氣體及蒸氣或霧等狀態的藥物或毒氣,均需要通過動物呼吸道給藥。如實驗時給動物乙醚作吸入麻醉、用鋸末煙霧制作慢性氣管炎動物模型等，特別在毒理學實驗中應用更為廣泛。
2. 皮膚給藥：為了鑒定藥物或毒物經皮膚的吸收作用、局部作用、 致敏作用和光感作用等，均需采用經皮膚給藥方法。如兔和豚鼠常采用背部一定面積的皮膚脫毛后，將一定的藥液涂在皮膚上，藥液經皮膚吸收。
3. 脊髓腔內給藥：此法主要用于錐管麻醉或抽取腦脊液。
4. 腦內給藥：此法常用于微生物學動物實驗,將病原體等接種于被檢動物腦內，然后觀察接種后的各種變化。
5. 直腸內給藥：此種方法常用于動物麻醉。兔直腸內給藥時,常采用灌腸的膠皮管或用14號導尿管代替。
6. 關節腔內給藥：此法常用于關節炎的動物模型復制。