1. 連接產物10μL、5×KCM溶液10μL、雙蒸水30μL，（共50μL）混勻，置冰上。
2. 從-70℃冰箱中取 1支感受態細胞，置冰上。融化后立即取50μL，加入步驟1中的混合液中，輕輕吹打數次混勻（不可用力過大，不可渦旋）， 立即置冰上。
3. 冰上放置20 分鐘。
4. 室溫放置10分鐘。
5. 加入500μL新鮮LB， 150轉37 ℃ 1小時。
6. 6000轉/分 5分鐘離心收菌。留150μL上清（其余上清丟棄），吹打數次，重懸菌體。
7. 涂板。 37 ℃ 孵箱過夜。
（提示：可使用質粒轉化該感受態細菌，檢驗轉化效率。1μL的質粒轉化，DH5α菌板滿板不可計數；BL21菌板有200－300個菌落。）
小結：
本方法采用簡潔的步驟。最有特點的地方是片斷回收后收到一個試管中，而不象一般的操作分別收到不同的試管中，回收后再電泳定量，并計算大小片斷的比例，最后配置連接體系。
這種簡潔的步驟不僅提高效率、避免引入人為的誤差（例如肉眼對DNA的定量的誤差），還減少了DNA的損失，保證了更多的DNA（實際上是全部的 DNA）進入下面的連接反應。
所以本方法的第一個優點，是保證連接和轉化中，有“足夠量”的核酸。 連接和轉化的核酸量得到保證，克隆 成功就得到保證。
例如本方法中，制作大片斷的A質粒取3μL，對于通常的小提質粒，3μL意味者600－1800ng的DNA。一般認為大片段的適當范圍是
50－200ng/10μL連接反應。本方法即使在回收過程中損失一半，仍然剩300－900ng。實際上，使用本方法，在片斷平移的克隆
中，如果把轉化的菌液全部涂板，得到的克隆 多得不可計數；片斷平移克隆 實際上只取一半轉化菌涂板即可。 PCR接入載體的克隆
效率沒有那么高，但是一般也達到40－60轉化子/平板。
本方法的另一優點，是這些看起來固定的步驟，例如酶切、酶連、以及轉化等方案，實際上已經遵循了很多原則，而且這些步驟之間互相平衡，組成一個很穩定和可操作性很強的系統。
例如起始酶切A質粒和B質粒的量——3μL：7μL，已經隱含了載體：插入片斷＝1：2~3的比例（PCR克隆
經折算后大概是1：5~10）。即使加上DNA回收中會損失、大片斷和小片斷回收效率不同、酶切質粒同酶切PCR效率不同等影響因素，最后回收在試管中的大小片斷比例仍然可以落在一個合適的范圍內。
酶切使用的酶量，是經過計算的。可以保證是采用3－5倍的量切割質粒或PCR片斷，因此可以保證酶切反應的效率。
連接反應在4℃下可以達到最大的轉化率。實際上對于大多數粘端突出3堿基的酶切位點，18 ℃ 3小時已經足夠。
Nucleic Acid Research上登載的感受態菌制備方法，可以得到效果很穩定的感受態細胞。每微克DNA可獲得10的八次方個轉化子。
因此，這套方法考慮到了克隆 的每個重要環節，并以可靠的手段將這些環節“固定”下來。這套方法對于操作者和試劑帶來的波動也有很好的“容錯”能力，或者說，它的系統冗余比較大，保證了這套方法極高的成功率。