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  • 發布時間:2020-07-27 13:13 原文鏈接: DNA酶切問題集錦

    我們在進行分子生物學實驗,常需要對DNA片段進行酶切。在此,我們對酶切實驗中遇到的一些問題做了相應歸納。


    帶型

    原因

    結果分析

    DNA完全沒有被內切酶切割

    內切酶失活

    標準底物檢測酶活性

    DNA不純,含有SDS,酚,EDTA等內切酶抑制因子

    將DNA過柱純化,乙醇沉淀DNA


    條件不適(試劑、溫度)

    檢查反應系統是否最佳


    DNA酶切位點上的堿基被甲基化

    換用對DNA甲基化不敏感的同裂酶酶解,重新將質粒DNA轉化至dcm-,dam-基因型的細菌菌株


    DNA酶切位點上沒有甲基化(如Dpn I)

    換用不同切割非甲基化位點的同裂酶消化DNA(如San3A I代替Dpn I),重新將質粒轉至dcm+ dam+菌株中擴增


    DNA位點上存在其它修飾

    將DNA底物與λDAN混勻進行切割驗證


    DNA不存在該酶識別順序

    換用其它的酶切割DNA或過量酶消化進行驗證


    DNA切割不完全

    內切酶活性下降

    用5-10倍量過量消化

    內切酶稀釋不正確

    用酶貯藏液或反應緩沖液稀釋酶


    DNA不純,反應條件不佳

    用酶貯藏液或反應緩沖液稀釋酶


    內切酶識別的DNA位點上的堿基被甲基化或存在其它修飾

    用酶貯藏液或反應緩沖液稀釋酶


    部分DNA溶液粘在管壁上

    反應前離心數秒


    內切酶溶液粘度大,取樣不準

    將內切酶稀釋,增大取樣體積


    酶切后DNA粘末端退火

    電泳前將樣品置65℃保溫5-10分鐘,取出后置冰浴驟冷


    由于反應溶液、溫度、強烈振蕩使內切酶變性

    使用標準反應緩沖液及溫度,避免強烈振蕩


    過度稀釋使酶活性降低

    適當稀釋酶液,反應液稀釋的酶不能貯藏


    反應條件不適

    使用最佳反應體系


    識別位點兩側插入了可影響酶切效率的核酸順序

    加大酶量5-10倍


    DNA片段數目多于理倫值

    內切酶星狀活

    檢查反應條件:甘油濃度大于12%,鹽度過低,Mn2+的存在及酶:DNA值過大均均可導致星狀活性,降低酶的用量

    其它內切酶污染

    用λDNA作底物檢查酶切結果


    底物中含其它DNA雜質

    電泳檢查DNA,換用其它酶切,純化DNA片段


    酶切后沒有觀察到DNA片段存在

    DNA定量錯誤(如RNA含量較高)

    用RNA酶A(無DNA酶)100ug/ml消化DNA樣,酚抽提后沉淀溶解,定量

    在酶切反應液中形成非特異的沉淀

    在反應前透析DNA樣品或用酒精沉淀二次


    內切酶保存期內快速失活

    保存溫度不合適

    內切酶貯藏在含50%甘油的貯藏液中,應在-20℃低溫保存

    以稀釋形式保存

    稀釋酶液不宜長期存放,應一次使用


    貯藏緩沖液不適當

    使用廠家推薦的貯藏緩沖液


    低蛋白濃度

    內切酶與500ug/ml的BSA一起保存


    電泳DNA片段帶型彌散不均

    DNA上結合有蛋白質

    電泳前上樣液65℃加熱5min,并加入0.1%的SDS,酚/氯仿抽提純化

    內切酶中含有DNA外切酶

    減少酶用量或消化時間,換用新包裝的酶


    酶切后的DNA片段連接效率低

    含磷酸鹽的濃度高

    透析,乙醇沉淀去除磷酸鹽

    內切酶失活不全或含有ATP酶

    延長滅活時間或用酚抽提,乙醇沉淀回收DNA


    平末端連接

    加大T4 DNA Ligase用量


    外切酶污染

    減少酶用量,縮短保溫時間,酚抽提回收DNA


    連接緩沖液不合適

    重新配制連接緩沖液



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